图4 在细胞宏基因组中发现的属以及的溶解DNA组分（FdDNA和CdDNA）。A. 基于16S rRNA基因读长；B. 基于读长总数。粉红色，Halobacterota，Halobacterales，Haloferacaceae。红色，Halobacterota， Halobacterales，Halomicrobiaceae。绿色，Nanohaloarchaeota. 1 : Haloquadratum;2: Halonotius，3 : Halorubrum，4 : Haloparvum，5 : Halopiger，6 : Halobellus;7: Uncultured Halo-feracaceae; 8: Halomicrobium，9:Halomicroarcula，10:Salinibacter，11:Candidatus Nanosalina，12:Candidatus Nanosalinarum; 13:NanohaloarchaeonSG9，14:Unclassified Nanohaloarchaeota，15: Others(< 0.5% each)，16:Unclassified，17: Haloferax，18:Haloarcula，19:Unclassified Halobacterales，20: Viruses。

所有这些数据表明，高速离心不仅可能使CR30-dDNA的数量产生偏差，而且也可能使其组分产生偏差，这极有可能是某些古菌盐菌群发生了部分裂解。离心诱导的细胞膜性质的变化，以及随后的细胞活力的变化，以前已经在纯培养中观察到。我们的数据显示，应用30000×g离心去除细胞影响了Haloquadratum CR30群落，其在CdDNA中的丰度比在FdDNA中高15%。这种现象可能是由于特定的细胞壁特性造成的，并与先前的实验观察结果一致，即盐水稀释和随后的渗透冲击导致以Haloquadratum为主的CR30古细菌群落数量急剧减少。为了验证离心诱导的细胞损伤是否限制在30000×g或是否它与施加的离心力无关，用CR30水样测试不同的离心速度：30000×g、 20000× g、 9000× g和5000×g。按照方案C处理获得的上清液，并与方案F进行比较。测定回收的dDNA的量、上清液中剩余细胞的百分比以及eDNA组分中的病毒浓度。如预期的那样，使用30000×g和20000×g离心力可获得最高的dDNA回收率（图S3A）。使用较低离心速度（9000×g和5000×g）获得的dDNA数量更类似于通过F方案获得的，尽管复制品的变异性更高（图S3A），可能是由于细胞留在其相应的上清液中造成的（图S3B）。此外，离心样品上清液中VLPs的数量高于F方案（图S3C）。因此，离心力≥ 20 000×g造成细胞损伤，导致增加dDNA量增加，而≤ 9000× g产生了高细胞和病毒浓度的上清液，其对方案下游步骤的影响无法预见。因此，正如近期Linney等人（2021年）建议的那样，我们建议顺序过滤法是研究CR30 dDNA的最合适方法。然而，由于我们的结果仅用CR30结晶器中的水样进行了测试，因此无法评估不同环境样品中含有不同微生物组合的离心效果是否相同。因此，基于我们的观察，我们推荐一个特别的优化方案来研究环境溶解DNA。2 CR30溶解DNA（FdDNA）的表征如前所述，CR30结晶中溶解DNA的浓度约为10.3%μg l，并显示出低分子量。CR30结晶的iDNA典型双峰曲线显示出50%左右的主要GC色谱峰，与Hal- oquadratum有关，而较低的高GC峰与S. ruber和一些盐古菌如Halonotius或Haloruum相关。然而，宏基因组FdDNA读长的GC含量分布介于这条典型双峰曲线和vDNA曲线之间，呈现相反的趋势(图5A)。这一现象表明，FdDNA应该包含来自细胞和病毒来源的DNA片段，这一点被FdDNA宏基因组序列的分类鉴定所证实(图4B)。